Ja, können Sie mich alle hören? Ja, vielen Dank für die schöne Vorstellung. Ich möchte Sie auch
begrüßen zu meiner Antrittsvorlesung. Ich denke, es sieht ein bisschen aus wie jede andere Vorlesung
auch. Die ersten Reihen sind frei und es ist ein bisschen schütter in den Reihen. Ich möchte Ihnen
heute darüber berichten, was meine Forschungsgruppe erforschen möchte. Und zwar sind wir daran
interessiert, wie Zellen ihre Form generieren, also wie sie in Form kommen, genauer gesagt wie sie
ihre Form kontrollieren. Und das Ganze machen wir mit Pflanzenzellen. Wir untersuchen Pflanzenzellen.
Das Wichtigste zuerst, warum sind wir an Pflanzenzellen interessiert? Weil Pflanzen sehr
wichtige Mitbewohner sind, möchte ich jetzt einfach mal ganz überspitzt sagen. Sie liefern
uns den lebenswichtigen Sauerstoff, nehmen Kohlendioxid aus der Atmosphäre auf, bauen
Kohlenstoff aus diesem Kohlendioxid in Zucker und Stärke, also in andere Kohlenhydrate ein,
in Kohlenhydrate ein und bilden dadurch die Nahrungsgrundlage für unser aller Überleben.
Zusätzlich bilden sie natürlich sehr viele Rohstoffe und das ganz nachhaltig. Also das sind
nur ganz wenige Beispiele, warum es sich lohnt an Pflanzen zu arbeiten und warum es wichtig ist,
zu verstehen, wie Pflanzen funktionieren. Von wichtigen Pflanzen, wichtigen Mitbewohnern zu
wichtigen Mitarbeitern, ohne die ich sicher nicht hier stehen würde. Sie sehen hier ein aktuelles
Bild, das wir gestern gemacht haben, ein Foto von Pantelis und Joy, das sind Mitarbeiter,
die mich aus Tübingen begleitet haben, die seit Februar hier sind. Jenny, zu der ich gestoßen
bin oder sie zu mir, sie war ja schon hier an der FAU und seit kurzem, seit einigen Monaten haben
wir auch noch zusätzliche Mitarbeiter in Form von Bachelor Studentin Julia und Lena und Master
Studentin Elen erhalten. Das ist also das aktuelle Team, mit dem ich hier an der FAU arbeite.
So, nun zum Thema unserer Forschungsarbeit. Wie entstehen Zellformen? Hier sehen Sie eine
Blattoberfläche, das ist eine elektronenmikroskopische Aufnahme und Sie sehen hier
unterschiedliche Zellen, die unterschiedlich geformt sind. Hier zum Beispiel sehen Sie ein
Blatthaar, das sehr spitz zuläuft. Blatthaare können dem Fraßschutz dienen oder Verdunstungsschutz,
aber auch Sonnenschutz bieten. Sie sehen hier kleine nierenförmige Zellen, die immer in Paaren
auftreten, die gehören zu den sogenannten Stomata-Komplexen oder Spaltöffnungskomplexen,
die notwendig sind für den Gasaustausch und Sie sehen dazwischen kleine Pflasterzellen mit
unterschiedlichen Formen. Die Formen dieser Zellen stehen auch im Zusammenhang mit der Funktion dieser
Zellen und darum ist es wichtig zu verstehen, wie diese Zellformen entstehen. Außerdem sind
Pflanzenzellen von Zellwänden umgeben, die gewissermaßen ihre Form bestimmen und auch die
Position innerhalb des Gewebes fixieren. Welche zellulären Prozesse tragen jetzt zur Formbildung
von Pflanzenzellen bei? Einerseits ist es die Zellteilung. Sie sehen hier an diesem Karton
schon, dass Pflanzenzellen sich unterschiedlich teilen können und je nachdem, wo die Teilungsebene,
die hier in grün dargestellt ist, liegt, können die Tochterzellen unterschiedliche geometrische
Formen aufweisen. Der zweite Prozess ist die Zellstreckung. Also nach der Zellteilung strecken
sich Zellen auch noch, Pflanzenzellen auch noch und hier können Sie sich entweder gleichmäßig
strecken und dann behalten Sie die Zellform, die aufgrund des Zellteilungsmusters gegeben ist,
bei oder Sie können sich sehr lokal noch einmal strecken. Das bezeichnet man als polares Wachstum,
Streckungswachstum und Sie können dadurch Ihre Form noch einmal gänzlich ändern. Ein Beispiel
dafür wären Wurzelhaare, die zehn Millimeter lang werden können, die die Oberfläche der Wurzel
vergrößern und dadurch die Nährstoffaufnahme und die Wasseraufnahme verbessern können,
Pollen-Schläuche wachsen durch den Fruchtknoten, bis sie an eine Ei-Anlage gelangen, um dann diese
Ei-Anlage zu befruchten. Es gibt aber auch andere Beispiele, wie hier Trichome, die Verzweigungen
aufweisen können oder Pflasterzellen, die mehrere Auswüchse zeigen können. Wir wollen nun verstehen,
was die molekularen Grundlagen dieser morphogenetischen Prozesse sind. Sie könnten
sich nun fragen, ist es überhaupt relevant für die Morphologie von Organen oder ganzen Pflanzen,
wenn jetzt einzelne Zellen unterschiedliche Zellformen haben oder die Zellformen nicht
richtig ausbilden können. Ich möchte Ihnen am Beispiel der Orientierung der Zellteilung zeigen,
dass das sehr wohl relevant ist. Wenn Sie sich vorstellen, dass sich Zellen hauptsächlich
transverse in einem Gewebe teilen, dann könnte ein Organ entstehen, das longitudinal ist. Während
Zellen, die sich hauptsächlich longitudinal teilen, würden dann zu einem Gewebe führen,
das eher in die Breite wächst oder ein Organ, das eher in die Breite wächst. Ein sehr schönes
Beispiel dafür, dass die Orientierung der Zellteilungsebene auch für die Organform
relevant ist, sind Tomatenfrüchte. Das sind hier natürliche Varianten, die unterschiedliche
Fruchtformen aufweisen. In diesen Früchten passiert eben genau das, was ich hier oben
beschrieben habe. Dieser eher länglichen Tomaten zeigen auch vermehrt transverse Teilungen. Ein
weiteres Beispiel, in dem die Kontrolle über die Zellteilungsebene verloren geht, sind Maispflanzen.
Hier gibt es auch natürliche Varianten, die so einen Zwergwuchs aufweisen und das führt dann
natürlich auch zu Ernteverlusten. Also es hat auch Konsequenzen für die Agronomie. Wir sind
nicht im Tomatenbusiness, sondern wir verwenden eine Modellpflanze, die nennt sich die Aka Schmalwand.
Es ist eine etablierte Modellpflanze. Für Arabidopsis gibt es viele Mutanten-Kollektionen,
also Sie können sich das so vorstellen, dass man sich Mutanten online bestellen kann,
wie man sich bei Amazon oder Zalando Schuhe bestellt. Also es ist sehr einfach geworden.
Das Genom dieser Pflanze ist vollständig sequenziert. Die Pflanzen haben einen geringen
Platzbedarf, die Generationszeit ist relativ kurz und sie sind selbstbestäubend. Das sind alles
wesentliche Vorteile. Außerdem sind die Pflanzen transformierbar und man kann die Proteine, für
die man sich interessiert, mit Fluoreszenzmarkern markieren und dann diese Proteine auch in diesen
Pflanzen ansehen und ihre Lokalisation betrachten oder erforschen. Und genau das machen wir.
Und zwar sehen wir uns das Wurzelmerystem an, das hier an der Wurzelspitze liegt. Hier treten auch
die Zellteilungen auf, die wir beobachten möchten. Und das sind jetzt Beispiele,
wie wir Strukturen in den Zellen, die relevant für Zellteilungen sind, vorfinden. Das Wurzelmersystem
bietet auch den Vorteil, dass Defekte in der Zellteilungsorientierung sehr leicht
entdeckt werden können, weil dieses Wurzelmersystem eben sehr regelmäßig ist. Und wir können
Zellteilungen sehr schön in diesem Gewebe am Mikroskop beobachten. Das Zytoskelett, speziell
Mikrotubuli sind, wie in anderen Organismen auch, wichtige Elemente für die Zellteilung. Sie können
sich Mikrotubuli vorstellen wie Filamente, die in der Zelle vorliegen. Also das sind Polymere aus
Tubulin. Und diese Mikrotubuli haben unterschiedliche Aufgaben in der Zelle. Und während der
Zellteilung haben sie eben die Aufgabe, zunächst die Teilungsebene zu markieren. Und dazu formieren
sie sich zu einem Band, das nennt sich Präprophase-Band. Das liegt unmittelbar unter
der Plasmamembran und bildet sich meistens in einer äquatorialen Position. Später werden dann die
Chromosomen kondensiert und es kommt zur Zerfall der Kernhülle. Das sind so die ersten Schritte
der Zellteilung. Die Chromosomen ordnen sich dann in der Teilungsebene an, werden von der
methodischen Spindel, die ebenfalls aus Mikrotubuli besteht, getrennt. Und danach werden die zellhüllenden
Tochterzellkerne wieder aufgebaut und eine neue Zellwand trennt dann die Tochterzellkerne. Und
diese neue Zellwand nennt sich Zellplatte und sie wird von Phragmoplasten erzeugt. Der Phragmoplast
ist ebenfalls eine spezielle Mikrotubuli-Struktur und sie dient der Synthese der Zellwand, die im
Zentrum der Zelle entsteht und dann lateral in Richtung Parentalwand expandiert. Und schließlich
mit der Parentalwand fusioniert. So sieht das Ganze dann auch im Konfokalmikroskop aus, wenn man
Mikrotubuli hier in grün darstellt und visualisiert. Wenn man jetzt einen Querschnitt hier durch die
Zelle legt, dann sieht man hier das Präprophaseband in diesen lateralen Anreicherungen. Hier sehen
Sie eine Spindel, das Erbgut ist hier in Magenta dargestellt und das hier wäre so ein Phragmoplast
mit Zellkernen. Das Erstaunliche an der Zellteilung bei Pflanzen ist, dass diese Struktur des
Präprophaseband und der Phragmoplast pflanzenspezifisch sind. Also das findet man in
keinen anderen Organismen als in Pflanzen. Und das Erstaunliche ist, dass das Präprophaseband,
wie schon gesagt, die Zellteilungsebene vorhersagt. Das ist anders als in tierischen Zellen, wo ja die
methodische Spindel maßgeblich ist dafür, wo die Teilungsebene liegt. Und später in der Zytokinese,
wenn die neue Zellwand gebaut wird, dann führt oder leitet der Phragmoplast die neue Zellplatte
genau an die Position, die vom Präprophaseband ursprünglich eingenommen wurde. Sie sehen,
hier habe ich jetzt so eine Zeitleiste hingemalt, die soll verdeutlichen, dass zwischen diesem
Stadium und diesem Stadium schon gut mal zwei Stunden vergehen können. Jetzt ist natürlich
die Frage, wie findet der Phragmoplast eigentlich die Position des Präprophasebandes wieder? Also
woher weiß die Zelle überhaupt, wo die neue Zellplatte eingebaut werden muss?
Diese Frage haben sich auch Wissenschaftler sehr früh, nachdem das Präprophaseband 1966
entdeckt wurde, gestellt und sie haben die Hypothese aufgestellt, dass es ein molekulares
Gedächtnis geben muss, die die positionelle Information des Präprophasebandes konserviert.
Erste Beweise, dass diese Hypothese tatsächlich richtig ist, sind erst 50 Jahre später gefunden
worden, in 2007. Wir sind jetzt daran interessiert, wie dieses molekulare Gedächtnis aussieht,
also wie ist es aufgebaut und wie funktioniert es überhaupt? Und dazu arbeiten wir mit Mutanten
mit Kinesinmotorproteinen. Die Mutanten haben die Funktion dieser Kinesin-12-Motorproteine
verloren und sie sehen hier die Auswirkungen dieses Verlustes. Also diese Mutantenpflanzen
sind viel kleiner, sind zwergwüchsiger im Vergleich zum Wildtyp, das haben wir dann
auch quantifiziert und auch die Wurzeln bleiben viel kürzer und natürlich haben wir uns
dann in diesen Mutanten die Wurzelmeristheme angesehen und hier wird auch schnell deutlich,
dass diese schöne Organisation, die Sie im Wildtyp sehen, hier verloren gegangen ist.
Auch die Zellformen haben sich verändert. Wenn man sich jetzt die zelluläre Basis ansieht
oder auf zellulärer Ebene ansieht, wie dieser mutante Phänotyp zustande kommt, möchte
ich Ihnen zuerst zeigen, wie der Wildtyp die Zellteilung durchläuft. Hier sehen Sie wieder
Mikrotubuli in Prophase und mit den gelben Pfeilen sind Präprophasebänder markiert.
So, jetzt sehen Sie hier den Phragmoplasten und der Phragmoplast hat die neue Zellplatte,
die Sie hier ganz schwach gefärbt sehen, genau in die Position des Präprophasebandes
geführt. Was passiert nun in den Mutanten? Hier haben Sie die Position des Präprophasebandes
und Sie haben jetzt schon gesehen, der Phragmoplast, der jetzt entsteht, ignoriert die Position,
die das Präprophaseband vorgegeben hat und kippt einfach weg. Das scheint jetzt dieser
Defekt zu sein in den Mutanten und zwar können diese eben die Position des Präprophasebandes
nicht mehr erkennen aufgrund des Verlustes dieser Kinesin-12-Proteine. Das bedeutet also,
dass diese Kinesine den Phragmoplast leiten und dass das ihre Funktion ist. Wir wollten
natürlich wissen, wie diese Proteine lokalisieren, haben sie dann Fluoreszenz markiert und haben
gesehen, dass sie Ringe bilden. Ich versuche das noch einmal zu starten. Ja, hier sieht
man das noch einmal. Sie sehen hier zwei Ringe und das sind Strukturen in zwei unterschiedlichen
Zellen. Wir haben dann diese Strukturen kolokalisiert mit dem Mikrotubuli, damit wir die Zellteilungsstadien
kennen, in welchen diese Strukturen vorkommen und haben dann festgestellt, dass wir diese
Ringe nur während der Zellteilung beobachten können, aber während der gesamten Zellteilung.
Also von Prophase bis zur Zytokinese. Wir haben diese Kinesine deshalb dann auch Phragmoplast-orienting
Kinesis genannt, auch aufgrund des mutanten Phänotyps. Wir haben dann auch festgestellt,
dass diese Proteine essenzielle Komponenten des molekularen Gedächtnisses sind, eben aufgrund
der Lokalisation, aber auch weil sie notwendig sind, um andere Proteine, die ebenfalls hier
lokalisieren und mittlerweile identifiziert und charakterisiert worden, in dieser Position
erhalten. Was sind jetzt Motorproteine? Ich möchte Ihnen kurz erklären, was ihre Funktion ist. Motorproteine
tragen eine Motordomäne, diese beinhaltet eine ATP-Bindestelle und auch eine Mikrotubelbindestelle
und sie haben einen langen Stamm, der hauptsächlich zur Dimerisierung dient. Das heißt also, dass zwei
dieser Moleküle aneinanderbinden, um dann eine Funktionseinheit zu bilden. Die Aufgabe, die diese
Moleküle jetzt haben oder die Funktion, die diese Moleküle haben, ist, sie können an Mikrotubuli
binden, können an Mikrotubuli mit diesen Motordomänen entlang laufen und dabei können sie Arbeit
verrichten, wenn sie zum Beispiel am Stamm einen Vesikel gebunden haben oder auch andere Proteine
und können zum Beispiel Transportarbeit verrichten. Das nächste Verwandte von diesen Pock-Kinesinen
in Tieren ist das Kinesin 12 und das lokalisiert ganz anders, das lokalisiert tatsächlich an der
Spindel und ist für die Spindelorganisation verantwortlich. Und von diesem tierischen
Kinesin 15 weiß man zum Beispiel, dass es eben entlang von Mikrotubuli laufen kann. Es waren wir
daran interessiert zu wissen, ob unsere Kinesine auch laufen können und haben eine Mutante erzeugt,
die nur die Motordomäne umfasst, haben die Fluoreszenz markiert und in Pflanzen eingebracht.
Und hier sehen Sie nun so schwarze Pünktchen, die sich bewegen, das sind diese Motordomänen,
die entlang von Mikrotubuli laufen. Wir haben auch in Vitro Versuche gemacht mit Kollaborationspartnern
und die konnten eben bestätigen, dass diese Motordomänen tatsächlich in Richtung Plusende
von Mikrotubuli laufen können. Weiters haben wir festgestellt, dass die Mobilität ATP abhängig ist.
Das ATP bindet an die Motordomänen. Sie können sich das ein bisschen vorstellen wie den Treibstoff
für diese Motoren, ohne den sie gar nicht laufen können. Und wenn man jetzt eine Mutation in die
Bindestelle für diesen Treibstoff einbaut, dann haben wir auch tatsächlich festgestellt,
dass diese Kinesine nicht mehr laufen, sondern nur noch an die Mikrotubuli binden, aber dort
verweideln. Und wir haben auch festgestellt, wenn wir diese Mutation in das Volllängenpock einbauen,
dann kann es seine Funktion nicht mehr ausführen, es kann also den Phragmoplasten nicht mehr leiten.
Das heißt, dass diese Mobilität essentiell ist für die Funktion dieser Kinesine. Eine weitere
wichtige Domäne, die wir untersucht haben, ist der C-terminus von diesen Kinesinen. Und zwar haben
wir festgestellt, dass dieser Bereich notwendig ist für diese Ringlokalisation, die wir sehen.
Was uns dann aufgefallen ist, als wir nur diesen hinteren Bereich in Pflanzen exprimiert haben,
war, dass es auch an Mikrotubuli lokalisiert. Und das hat uns etwas überrascht, weil ja die
Motordomäne hier vorne liegt und in diesem Konstrukt gar nicht vorhanden ist. Und wir fragen
uns jetzt natürlich, wie kommt diese Mikrotubulokalisation zustande? Könnte das eine
direkte Bindung an Mikrotubuli sein? Das würde dann implizieren, dass wir eine zweite Mikrotubulbindedomäne
haben. Und wir haben jetzt auch Evidenzen, dass das tatsächlich so sein könnte. Das würde dann
bedeuten, dass diese Kinesine einerseits an die Plasmembran binden. Wir wissen nicht,
ob sie direkt an Phospholipide binden oder ob das durch ein weiteres Protein vermittelt ist.
Und zwar über ihren C-Terminus und über die Motordomäne können sie dann natürlich mit
Mikrotubuli interagieren. Und es scheint so zu sein, dass im C-Terminus ebenfalls, also in
diesem hinteren Bereich ebenfalls, eine zweite Mikrotubulbindedomäne vorhanden ist, mit der sie
dann eben auch mit Mikrotubuli interagieren können. Und so könnten sie dann an zwei Mikrotubuli
gleichzeitig binden und Mikrotubuli gegeneinander verschieben, weil sie mit diesem Ende laufen
können und hier einfach nur binden. Wir wurden dann häufig gefragt, ob die Motordomäne dieser
Kinesin-12 austauschbar ist. Und wir haben dann diese Versuche gemacht und haben ein Kinesin-12e
verwendet. Das ist auch ein pflanzliches Kinesin, das mit unseren Pox tatsächlich eng verwandt ist,
aber es lokalisiert eben nicht als Ring, sondern es lokalisiert an der Spindel. Also es ist
eigentlich wahrscheinlich von seiner Funktion her näher verwandt mit dem Kinesin-12 austirischen
Organismen. Wir haben dann Chimären hergestellt und haben die Motordomäne von diesem Kinesin-12e
verwendet und direkt fusioniert an diesen hinteren Bereich von POC2, der ja für die
Lokalisation verantwortlich ist, und haben festgestellt, dass diese Chimäre perfekt
funktioniert. Es lokalisiert als Ring und es kann die Funktion erfüllen. Und dann haben wir uns
überlegt, na hängen wir da mal einen humanen Motor rein, also den Motor von Kinesin-15,
haben den fusioniert mit dem C-Terminus von POC2 und da funktioniert es dann nicht mehr. Also wir
haben gesehen, es kann an Mikrotubuli binden, es ist tatsächlich auch an der Spindel, aber es
kann nicht an die, es gelangt nicht an die Plasmamembran und kann nicht als Ring lokalisieren.
Also diese Kinesin, diese POC-Kinesine haben ganz offensichtlich pflanzenspezifische Aufgaben,
und wir möchten jetzt feststellen oder untersuchen, wie diese Funktionen, diese
pflanzenspezifischen Funktionen, evolviert sind. Wir haben, hier sehen Sie einen Stammbaum von Kinesin-12,
wir haben festgestellt, dass wir Kinesin-12 in verschiedenen Algen finden, in Moosen und
natürlich auch in Landpflanzen, aber den Phragmoplasten findet man eben eigentlich
erst in Landpflanzen und Übergangsformen in einigen Algen. Jetzt möchten wir eben feststellen,
ob diese Funktion von POCs mit der Anwesenheit des Phragmoplasten korreliert und dazu,
klonieren wir jetzt Kinesin-12 aus unterschiedlichen Pflanzen und wir haben begonnen mit dem Moos
Machansia zu arbeiten, und zwar beginnen wir jetzt eben mit der Kultivierung und Klonierung dieser
Proteine und das ist ein neues Projekt, das wir erst hier gestartet haben. So zu den Funktionen,
oder ich möchte die Funktionen von den POCs jetzt kurz zusammenfassen, es scheint so zu sein,
dass sie eben die Zellteilungsseite markieren können, also sie sind auf alle Fälle eine
wichtige Komponente dieses molekularen Gedächtnisses, von dem ich vorhin gesprochen
habe. Sie haben offenbar auch Aufgaben als Gerüst, um andere Proteine an dieser
Position der Plasmamembran zu erhalten und in der späten Zytokinese sind sie dann auch
verantwortlich oder instrumental für die Leitung des Phragmoplasten, indem sie mit Mikrotubulides
Phragmoplasten wahrscheinlich direkt interagieren und so die Position des Phragmoplasten auch
kontrollieren und steuern können. Weitere Fragen, die wir aktuell in unserer Arbeitsgruppe
bearbeiten, ist wie gelangt POC überhaupt an die Plasmamembran? Das wissen wir nicht,
das ist ungeklärt. Können eben diese Kinesine direkt an die Plasmamembran binden, also direkt
mit Phospholipiden interagieren oder wird das über andere Proteine vermittelt und wir wissen
auch nichts über die Regulierung dieser Kinesine während des Zellzyklus. Jetzt möchte ich Ihnen
noch in den letzten Minuten ganz kurz eine andere Proteinfamilie vorstellen, mit der wir arbeiten
und diese Proteine haben eine Rolle während der Entwicklung von multipolaren Pflasterzellen der
Blattepidermis. Hier sehen Sie eine lichtmikroskopische Aufnahme, die Zellwände von
solchen Pflasterzellen sind hier visualisiert und Sie sehen, dass diese Pflasterzellen miteinander
verzahnt sind. Sie bilden Lappen und Vertiefungen aus. Wie entstehen diese Lappen und Vertiefungen?
Die Zellen durchlaufen verschiedene Stadien während der Entwicklung zu dieser sehr speziellen
Form. Zunächst sind die Zellen recht uniform und beginnen dann im Stadium 2 diese Lappen auszubilden
und in einem dritten Stadium werden sekundäre Lappen und Vertiefungen ausgebildet. Und hier in
dem in dieser Grafik sehen Sie schon, dass auch hier das Zytoskelett eine wichtige Rolle spielt.
Hier sind zusätzlich zu den Mikrotubuli auch F-Aktivfilamente, also F-Aktivinstrumental.
Kontrolliert wird dieser Entwicklungsweg aber von kleinen GTPAsen, die sich Ro-related of Plants
nennen. Sie sind also verwandt mit den Ro-GTPAsen aus Tieren und Hefen und diese Ro-GTPAsen aus
Pflanzen, kurz ROPs genannt, sind wie alle anderen kleinen GTPAsen molekulare Schalter. Das heißt,
man findet sie in zwei Zuständen vor. Wenn sie Guanosin-Triphosphat binden, dann sind sie
eingeschalten oder aktiv. Und nach der Hydrolyse von dem Guanosin-Triphosphat sind sie ausgeschalten
oder inaktiv. Und es gibt zwei Proteine, die diese Aktivitäten regulieren können. Die
Guaninaustauschfaktoren schalten die Ro-GTPAsen oder die ROPs an und die GTPAs aktivierenden
Proteine, kurz GAPs genannt, schalten diese Proteine wieder aus. Man weiß jetzt eigentlich
ganz gut, welche Ro-GTPAsen, ROP-GTPAsen in der Entwicklung dieser Blattepidermiszellen
eine wichtige Rolle spielen. Das ist zum einen das ROP2. Wenn das ROP2 aktiv ist, dann kann es
durch, vermittelt durch Effektor-Proteine, F-Aktin sehr lokal an die Plasmamembran rekrutieren und diese
Region wächst dann aus und formt einen Lappen. Auf der gegenüberliegenden Seite ist ROP6 aktiv,
das wiederum durch Effektor-Proteine Mikrotubuli rekrutiert. Und diese Mikrotubuli werden dann
parallel angeordnet, so wie hier, und das führt dann dazu, dass diese Region am Wachsen
gehindert wird, weil die Zellwand versteift wird. Diese ROP2 und ROP6 sind also antagonistisch
agierende GTPAsen, aber man wusste eigentlich nicht, also man kennt den Gourninin-Austauschfaktor,
der diese ROPs anschaltet, aber man kennt oder kannte die GAPs nicht, die diese Aktivität ausschalten.
Und daran waren wir interessiert, wir hatten aus anderen Gründen mit GAP-Mutanten im Labor
gearbeitet und dachten uns, wenn wir die schon haben, dann sehen wir uns mal die Plattepidermis
an und haben dann festgestellt, dass diese Mutanten ihre Komplexität verloren haben, die
Komplexität der Pflasterzellen verloren haben. Und wir wollten dann wissen, welches der ROPs
nun von diesen GAP-Proteinen reguliert wird, haben dann etliche Interaktionsstudien durchgeführt und
es kamen dann zum Schluss, es muss ROP2 sein, das von diesen pH-GAP-Proteinen abgeschalten wird.
Wenn man sich jetzt überlegt, wie das vonstattenlaufen kann, wenn man jetzt die Aktivität
von den pH-GAPs wegnimmt, dann wäre ROP2 eigentlich ständig aktiv, das nennt man auch konstitutiv aktiv
und dieses ROP2 würde dann die Zellpolarität überall an der Plasmamembran etablieren,
also es würde versuchen, überall Aktivfilamente zu rekrutieren und überall Lappen auszubilden.
Um jetzt diese Hypothese, die wir hatten oder diese Vermutung, die wir hatten, noch weiter zu
untermauern, haben wir uns dann die Mikrotubuli-Organisation angesehen und zwar haben wir die
Vergleichen zwischen Wildtyp unserer Mutanten, dann Mutanten, in denen ROP2 konstitutiv aktiv ist
und zwar wird das durch eine Mutation in ROP2 ständig angeschalten und man kann auch das ROP6
konstitutiv aktiv machen durch eine Mutation. Wir haben dann eine Imaging-Software verwendet,
um die Organisation dieser Mikrotubuli zu quantifizieren und haben dann festgestellt,
dass unsere Mutanten eine sehr ähnliche Mikrotubuli-Organisation haben wie der Wildtyp
bzw. diese konstitutiv aktiven ROP2 Pflanzen, während die Organisation der Mikrotubuli in den
ROP6 Pflanzen signifikant anders ausgesehen hat und zwar etwas geordneter.
Natürlich waren wir auch hier wieder interessiert an der Lokalisation dieser Proteine und
wir haben zuerst im Wesentlichen immer auf die Oberfläche von diesen Zellen geschaut,
das sind die periklinalen Wände und haben da eigentlich kaum etwas gesehen und dachten uns,
also es war nicht sehr aufregend, muss ich sagen, und irgendwann haben wir dann Bildstapel
aufgenommen und haben dann begonnen, so 3D-Rekonstruktionen zu machen und da haben
wir dann festgestellt, dass an den antiklinalen Wänden, also an den Seitenwänden, diese Gaps
als Streifen vorliegen und das war auch unabhängig davon, ob das jetzt sehr junge Zellen waren,
in denen die Lappen noch nicht sehr tief waren oder ältere Zellen.
Wir konnten an den Scheitelpunkten immer diese Streifen sehen und diese Streifen haben dann auch
mit der Anwesenheit von Mikrotubuli korreliert und wir konnten auch zeigen, dass die Mikrotubuli
notwendig sind, um die Lokalisation von diesen pH-Gaps zu erhalten. Wir sind dann aufgrund
dieser Experimente zu folgendem Modell gelangt. Es war bekannt, dass ROP2 in Vertiefungen ausgeschaltet
ist, während es in Regionen, wo Lappen gebildet werden, eingeschaltet ist und wir konnten nun
zeigen, dass die pH-Gap-Proteine notwendig sind, um die ROP2-Proteine innerhalb dieser Vertiefungen
abgeschalten zu lassen. Mit Kollaborationspartnern in Belgien konnten wir dann auch noch zeigen,
dass Brassinosteroide notwendig sind, um die pH-Gaps zu regulieren. Und zwar werden sie durch
die Anwesenheit von Brassinosteroiden destabilisiert und dadurch kann das ROP aktiv
erhalten bleiben in den Regionen, die dann Lappen ausbilden. Ich hoffe, dass im Laufe der Zeit unsere
Arbeitsgruppe sich ähnlich wie Pflasterzellen verzahnt mit anderen Arbeitsgruppen. Es gibt
thematisch und auch methodisch doch etliche Überlappungsbereiche und damit bin ich am Ende
meines Vortrags. Ich möchte noch Dank sagen an mein jetziges Team, an frühere Teammitglieder,
an meine Kollaborationspartner. Vor allem danke an den Lehrstuhl für Zellbiologie,
für die herzliche Aufnahme und die Hilfestellung, die wir tagtäglich erfahren. Und auch danke
ans Department für finanzielle Unterstützung und an die DFG auch für finanzielle Unterstützung.
Und ich danke Ihnen für Ihre Geduld.