Rechte, herzlichen Dank für die tolle Einführung. Ich freue mich sehr, heute meine Antrittsvorlesung
hier vor Ihnen halten zu können und ich bin auch schon sehr gespannt auf alle zukünftigen
Kolleginnen und Kollegen und die Zusammenarbeit mit den Studierenden. Ziel meiner Antrittsvorlesung
ist es Ihnen allen einen Überblick über meine Forschung zu geben und dies sowohl den
Wissenschaftlern als auch den Nichtwissenschaftlern. Und deswegen habe ich versucht, meinen Vortrag
so allgemein wie möglich und allgemeinverständlich zu möglich zu machen. Wie Sie aus meinem Titel
entnehmen können, interessiert sich meine Gruppe dafür zu verstehen, wie Zellen sich
teilen und warum ist das interessant, warum sollte man daran arbeiten? Wir alle sind aus
einer einzigen Zelle, einer befruchteten Eizelle entstanden und diese Zelle hat sich dann in
zwei, vier und acht Zellen geteilt und am Ende eines langen Prozesses stand ein erwachsener
Mensch mit 100 Billionen von Zellen und es ist natürlich wichtig, dass während dieses
Prozesses keine Defekte auftreten und Probleme auftreten und es ist zum Beispiel bekannt,
dass Mutationen in Genen, die für die Zellteilung wichtig sind, zu Mikrocephalie führen können,
das heißt diese Babys kommen mit einem viel zu kleinen Kopf auf die Welt. Zusätzlich
zur Embryonalentwicklung, auch in unserem Körper hört die Zellteilung nicht auf und
täglich werden neue Zellen gebildet, die Defekte Zellen ersetzen und die es ermöglichen,
dass Organe und Gewebe sich regenerieren können. Außerdem wissen wir, dass wenn die Zellteilung
unkontrolliert abläuft, kann dies zu Krankheiten führen, wie zum Beispiel zu Krebs und deswegen
ist es wichtig, die molekularen Grundlagen davon zu verstehen, damit wir neue Behandlungsmethoden
entwickeln können. Die Zellteilung kann nun in verschiedene Stadien unterteilt werden
und die möchte ich einmal kurz hier beschreiben. Hier sehen Sie eine humane Zelle, bei der
wir das Erbgut in Rot angefärbt haben und die Mikrotubuli in Grün und die Mikrotubuli
können Sie sich wie lange Fäden in der Zelle vorstellen. Bevor nun die Mutterzelle sich
in zwei Tochterzellen teilt, muss natürlich der komplette Inhalt der Mutterzelle verdoppelt
werden und ist dies geschehen, dann baut sich aus den Mikrotubuli die sogenannte methodische
Spindel auf und das Erbgut wird an die methodische Spindel an die Mikrotubuli verknüpft. Das
Erbgut ordnet sich hier in der Mitte der Zelle an und diese Phase, wo sich das Erbgut anordnet,
nennt man auch die Metaphase. Dann gibt es ein Signal und das Erbgut wird durch die methodische
Spindel aufgetrennt und zeitgleich bildet sich eine sogenannte Teilungsforche, die die
Mutterzelle abschnürt. Diesen Schritt nennt man die Anamphase. Und ganz am Schluss hat
sich die Teilungsforche so weit zusammengezogen, dass zwei Zellen sich gebildet haben, die
sogenannten Tochterzellen und diese zwei Tochterzellen haben genau die gleiche Zusammensetzung wie
die ursprüngliche Mutterzelle. Diesen ganzen Prozess nennt man auch Zytokinese. Und obwohl
die Zellteilung schon vor über 100 Jahren beschrieben wurde, sind viele molekulare
Mechanismen, wie das Ganze funktioniert, unverstanden. Und Ziel meiner Gruppe ist es, zur Aufklärung
dieser Mechanismen beizutragen. Im Folgenden wollen wir uns nun einen Schritt genauer anschauen.
Und zwar wie sich die Teilungsforche bildet. Die Teilungsforche ist eine Einstülpung der
Mutterzelle und die bildet sich durch das Zusammenziehen eines kontraktieren Rings,
der sich unterhalb der Plasma-Membran aufbaut. Wir können diesen Prozess einmal hier verfolgen.
Hier haben wir eine Zelle, bei der wir das Erbgut angefärbt haben und eine Komponente
des kontraktieren Rings. Und wir sehen nun, das Erbgut teilt sich auf und zeitgleich
bildet sich die Teilungsforche. Und am Ende haben wir zwei Zellen und jede dieser Zellen
hat eine Kopie des Erbguts, hat einen Zellkern. Wir können nun auch Zellen generieren, wo
die Bildung des kontraktieren Rings nicht funktioniert. Das Erbgut teilt sich auf, es
bildet sich keine Teilungsforche und am Ende haben wir zwei, eine Zelle mit zwei Kopien
des Erbguts mit zwei Zellkernen. Dies wiederum kann zu gravierenden Schäden an der DNA in
der nächsten Zellteilung führen und kann zum Beispiel die Entstehung von Krebs begünstigen.
Meine Gruppe interessiert nun drei große Fragen, mit denen wir versuchen zu verstehen,
wie dieser Prozess funktioniert. Zum einen fragen wir, wie wird kontrolliert, wann der
kontraktiere Ring sich bildet. Weil der muss sich genau hier in der Anaphase bilden und
darf sich nicht zu früh oder zu spät bilden. Die zweite Frage ist, wie wird gesteuert,
wo der kontraktiere Ring sich bildet. Das heißt, der kontraktiere Ring soll sich genau
hier in der Mitte bilden, aber nicht zum Beispiel an den Zellpulen. Und letztlich,
wie ist der kontraktiere Ring aufgebaut, aus was für Komponenten besteht er und wie funktioniert
das Zusammenziehen des kontraktieren Rings. Und in der heutigen Vorlesung werde ich versuchen,
Ihnen Antworten auf diese ersten zwei Fragen zu geben. In meinem Labor benutzen wir zwei
Modellsysteme. Einerseits den kleinen Fadenwurm, Kenoapitis elegans, und hier können Sie
einen C. elegans Embryo sehen, der sich gerade teilt. Hier haben wir wieder das Mikrotubuli
Cytoskelett angefärbt in Rot und eine kontraktiere Ringkomponente in Blau. Zusätzlich zu C.
elegans benutzen wir auch humane Zellen, die in Plastikschalen wachsen. Und diese Zelle
hier haben wir auch wieder das Erbgut angefärbt in Rot und die Mikrotubuli und Sie können
sehr schön die Zellteilung in dieser Zelle verfolgen. Wie Sie sehen können, ist die
Zellteilung ein hochdynamischer Prozess, das heißt es passiert sehr viel in sehr kurzer
Zeit und deswegen benutzen wir häufig Mikroskopie und vor allem Lebenszellenmikroskopie um
diesen Prozess zu untersuchen. Zusätzlich kombinieren wir das häufig mit sogenannten
Screens oder Massentests, wo wir viele Gene ausschalten und dann gucken, was passiert
in der Zellteilung. Wir benutzen natürlich auch genetische Methoden, um das System zu
verändern, wie zum Beispiel CRISPR-Cas oder Mutanten und wir versuchen häufig die Beobachtung,
die wir in den Zellen gemacht haben, mit biochemischen Methoden zu untermauern oder wir benutzen
auch in Hebeter-Studien. Da C. elegans vielleicht noch nicht so bekannt ist hier in Erlangen,
möchte ich ganz kurz ein paar Worte noch zu C. elegans sagen. C. elegans wurde 1974
von Sydney Brenner in Bristol, UK isoliert und obwohl der Wurm nur 1 mm groß ist, das
heißt sie können ihn gerade so mit dem bloßen Auge erkennen, besteht er aus verschiedenen
Geweben. Was auch toll für uns ist, der Wurm ist transparent und das können Sie hier schön
verfolgen. Hier haben Sie ein adultes Tier, das sich entlangschlängelt und Sie können
schon mit relativ einfacher Mikroskopie viele Details in den Wurm erkennen. C. elegans ist
einfach zu halten, relativ günstig zu halten, wir halten die im Labor in einfachen Petrischalen
und in sehr kurzer Zeit haben die Würmer sehr viel in Acht kommen. In den letzten Jahren
haben nun C. elegans Forscherinnen und Forscher den kompletten Zell-Stammbaum von C. elegans
ganz aufgeklärt und das können Sie einmal hier unten verfolgen. Hier sehen Sie ein
Zell C. elegans Embryo und man weiß nun ganz genau von der ersten Zelle bis zur schlüpfenden
Larve, welche Zelle sich wann wo teilt und was aus welcher Zelle wird. Das ganz besondere
an C. elegans ist auch, dass dieser Prozess sehr stereotyp ist, das heißt der läuft in
jedem Embryo wirklich gleich ab und das ist natürlich super, wenn man Unterschiede finden
will in zum Beispiel verschiedene Mutanten. Für uns besonders wichtig natürlich als Motivation
ist auch, dass die Signalwege und Prozesse an denen wir arbeiten konserviert sind, das
heißt wir können sehr viel auch über die Zellteilung im Menschen lernen, wenn wir
C. elegans untersuchen. Aber kommen wir nochmal zu den Fragen zurück, die wir stellen, wann
wird der Ring gebildet, wo wird der Ring gebildet und wie bildet er sich und was wissen wir
bisher über diesen Prozess. Wir wissen, dass für diesen Prozess ein kleines Protein ganz
entscheidende Bedeutung hat, das sogenannte RoA-Protein. Das RoA-Protein können Sie sich
ein bisschen wie so einen kleinen Schalter vorstellen, das heißt es gibt zwei Zustände,
einen Zustand wo es ausgeschaltet ist und einen Zustand wo es angeschaltet ist und in
diesem Zustand induziert ist die Bildung des kontraktieren Rings. Das heißt natürlich,
dass während der Zellteilung nun die Aktivität von RoA präzise, zeitlich und räumlich reguliert
werden muss. Gucken wir uns nochmal den zeitlichen Aspekt an, hier sehen Sie nochmal eine Zelle,
die hier in der Mittelfase sich befindet, das Erbgut ist hier in der Mitte angeordnet
und wir wollen natürlich in dieser Phase noch keinen kontraktieren Ring haben, das
heißt hier in dieser Phase soll RoA aus sein, inaktiv sein. Dann in der Anaphase soll RoA
angeschaltet werden und wir brauchen aktives RoA, damit sich dort dann der kontraktiere
Ring bilden kann. Zusätzlich zu der zeitlichen Kontrolle brauchen wir die räumliche Kontrolle
und Arbeit in verschiedenen Laboren hat zu diesem Modell beigetragen, was ich hier kurz
vorstellen möchte. Wir wissen, dass die methodische Spinde entscheidend ist, um den
Ort der Zellteilung festzulegen und das macht ja auch Sinn, weil somit die methodische Spinde
nicht nur das Erbgut aufteilt, sondern zeitgleich auch den Ort festlegt, wo die Zelle sich
abschnürt. Die methodische Spinde in Anaphase besteht aus verschiedenen Arten von Mikrotubuli.
Wenn sich das Erbgut hier aufteilt, bildet sich eine Struktur hier in der Mitte, die
sogenannte Zentralspinde und von dieser Zentralspinde geht ein positives Signal aus, was RoA aktiviert.
Zusätzlich zu diesem positiven Signal gibt es ein negatives Signal an dem Polen der Zelle
und dieses Signal geht von den Astralmikrotubuli aus, gezeigt hier in grün und diesem Astralmikrotubuli
werden hier am Zentrosom an diesen Kugeln generiert. Zusammen führen das positive oder
stimulierende und inhibierende Signal dazu, dass der kontraktile Ring sich an der richtigen
Stelle bildet und roh in einer schmalen Zone aktiv wird. Als erstes will ich ein bisschen
mehr über dieses inhibitorische Signal erzählen und hier habe ich einmal ein Experiment grafisch
dargestellt, mit dem Leute in verschiedenen Zelltypen, in verschiedenen Organismen gezeigt
haben, dass es dieses inhibitorische Signal gibt und was man eben machen kann. Wir haben
hier nochmal eine Kontrollzelle, wir sehen die Astralmikrotubuli und wir sehen roh ist
hier in so einer schmalen Zone und durch verschiedene experimentelle Ansätze kann man jetzt die
Astralmikrotubuli entfernen und das führt dazu, dass diese Zone von roh und aktiven
roh breiter wird. Und obwohl dieses inhibitorische Signal schon vor über 50 Jahren beschrieben
wurde, waren die molekularen Komponenten dafür unbekannt. Also man wusste nicht, was für
ein Signal geht von diesen Astralmikrotubuli aus, was für ein Protein ist dafür verantwortlich.
Und wir haben uns zum Ziel gesetzt, dieses Signal zu identifizieren und haben dies in
C. elegans getan. Hier sehen Sie wieder ein C. elegans Embryo und in diesem Embryo haben
wir wieder das Erbgut angefärbt und wie Sie jetzt sicher wissen, dies ist nun die In-Mitterphase,
das heißt das Erbgut ist hier in der Mitte angeordnet. Wir benutzen in diesen Embryos
einen Marker, mit dem wir aktives roh sehen können und wir benutzen außerdem einen spezifischen
genetischen Hintergrund, um das inhibitorische Signal gut zu sehen. Wenn der Embryo nun in
die Anaphase geht, sehen Sie, dass dieses Signal hier von den Zellpolen weggeht. Und
wir können das noch ein bisschen anders darstellen. Wir können zum Beispiel von diesem Embryo
einfach immer nur diese Region hier im Pol ausschneiden, die alle hintereinander stapeln,
die ganzen Zeitpunkte. Und da sehen wir erst, ist das Signal da und dann geht das Signal
weg. Dann haben wir ein Screen gemacht, bei dem wir verschiedene Komponenten ausgeschaltet
haben mittels RNA-Interferenz und haben gefragt, welche Komponente ist dafür verantwortlich,
dass dieses Signal weggeht. Und wir haben eine Komponente gefunden, tpxl1 und wenn wir
die wegnehmen, dann sehen wir, dass das Signal an den Polen sich nicht verändert. Es bleibt
immer gleich. Das heißt, der inhibitorische Signalweg ist nicht an und das können wir
vielleicht auch nochmal hier schön sehen, hier ist wirklich keine Änderung über die
Zeit zu sehen. Und das war sehr spannend und aufregend, weil das wirklich die erste Komponente
war, die Teil von dem inhibitorischen Signal an den Zellpolen ist. Was ist das für ein
Signal? tpxl1, im Menschen genannt tpx2, war bekannt, dass es ein Mikrotubuli bindendes
Protein ist und es war auch schon bekannt, dass es an die Astralmikrotubuli bindet. Wir
haben uns dann hier in C. elegans nochmal genauer angeguckt, wo lokalisiert es und haben
gesehen, dass es hier in der Metaphase nur ganz schwach an den Astralmikrotubuli ist
und sehr stark hier an diesen Kugeln, das sind hier die Zentrosomen. Und in der anderen
Phase haben wir ein viel stärkeres Signal an diesen Astralmikrotubuli gesehen. Und das
macht Sinn, weil wir denken, dass dieses inhibitorische Signal in der Anaphase angeschaltet wird und
natürlich von den Astralmikrotubuli ausgeht. Was könnte nun die Funktion von tpxl1 sein?
In anderen Prozessen war bereits beschrieben worden, dass tpxl1 eine Kinase aktiviert,
die Aurora A, und auch an diese bindet. Und wir haben uns deswegen natürlich dann Aurora
A angeschaut und haben gesehen, dass es sehr ähnlich zu tpxl1 lokalisiert. Das heißt,
in der Metaphase sehen wir es kaum an Astralmikrotubuli und in der Anaphase viel, viel stärker. Außerdem
ist es so, wenn wir tpxl1 wegnehmen mittels RNAi, dann sehen wir, dass Aurora A nicht
mehr an den Astralmikrotubuli zu finden ist, sondern nur noch hier an diesem Zentrosom.
Und wir haben noch mit vielfältigen anderen Experimenten gezeigt, dass in tpxl1 RNAi die
Astralmikrotubuli eine ganz normale Dynamik haben wie immer. Als letztes Experiment wollten
wir natürlich zeigen, dass diese Interaktion und diese Aktivierung von Aurora A durch tpxl1
möglich ist, um nun Ro zu inhibieren. Und es war auch wieder bekannt schon, dass tpxl1
hier am Ende an Aurora A bindet. Und wir haben nun in den Würmern Transgene gemacht, einmal
die Wildtypkopie, die auch RNAi-resistent ist. Und somit können wir das endogene tpxl1 ausschalten.
Und wir haben gesehen, das zeige ich jetzt hier nur schematisch, dass diese Inhibierung
von Ro natürlich intakt ist, weil wir geben den Würmern ja das Wildtyp tpxl1. Dann haben
wir das Experiment wiederholt und haben Würmer hergestellt, die eine Mutation im tpxl1 haben.
Und diese Mutation verhindert das Binden und Aktivieren von Aurora A. Und da haben wir
eben gesehen, dass dann diese Inhibierung von Ro nicht mehr stattfindet und das inhibitorische
Signal defekt ist. Das heißt, zusammenfassend können wir sagen, wir haben mit diesen Experimenten
in C. elegans die ersten zwei Komponenten des inhibitorischen Signals identifiziert.
Wie unser Modell besagt nun, dass in Metaphase tpxl1 hier an den Centrosomen ist und nur
ganz schwach an den Astralen Mikrotubuli. Dann in einer Phase lokalisiert es an die
Astralen Mikrotubuli und dort bindet und aktiviert es dann Aurora A, was dann wiederum das inhibitorische
Signal vermittelt. Neben dem inhibitorischen Signal gibt es auch das positive Signal am
Zellekvator. Und auch dort sind viele Fragen noch offen, wie das zeitlich und räumlich
reguliert wird. Ich hatte Ihnen ja bereits erwähnt, dass Ro wie so ein kleiner Schalter
ist, der von außen angeschaltet werden muss. Und das Protein, was den Schalter umlegt,
also das Ro aktiviert, wird auch Gepf genannt und heißt Actu in der Zellteilung. Und das
macht Actu natürlich zu einem zentralen Regulator in der Zellteilung. Deswegen ist es besonders
wichtig zu verstehen, wie wird Actu nun dort reguliert. Und Actu ist auch häufig misreguliert
in Krebszellen. Hier sehen Sie eine schematische Darstellung von Actu. Und Actu kann man in
verschiedene Bereiche unterteilen, das Protein. Also Sie sehen hier zum Beispiel hat es diese
Gepf-Domäne, mit der es Ro aktiviert. Es hat eine pH-Domäne, mit der es Antiplasamembran
bindet. Und es hat diese sogenannten Brack-Domänen, die für die Regulation wichtig sind. Biochemische
Methoden von anderen Laboren hatten nun vorgeschlagen, dass diese Gepf-Aktivität hier unterdrückt
wird und zwar unterdrückt durch diesen Brack-Domänen. Und weitere Studien hatten vorgeschlagen,
dass dann die Bindung von einem Protein, was an die Zentralspindel bindet, Cyc4 diese
Unterdrückung aufhebt und somit Actu aktiviert. Soweit so gut. Dieses Modell wurde aber komplett
infrage gestellt durch eine Publikation, die gezeigt hat, dass diese Interaktion hier
nicht wichtig ist für die Zellteilung. Und das war super überraschend und hat auch wieder
die Frage aufgeworfen, wie wird Actu denn nun eigentlich reguliert? Und was ist eigentlich
die Funktion der Brack-Domänen in dieser Regulation? Und wir haben uns das jetzt genauer
angeschaut und in Humanzellen versucht zu beantworten. Hier sehen Sie einfach Kontrollzellen,
die wir angefärbt haben und Sie sehen wieder das Mikrotubulizidoskelett in Rot und das
Erbgut in Weiß. Und Sie sehen, wie Sie jetzt wissen, jede Zelle hat einen Zellkern. Und
wenn wir das Actu wegnehmen, mit des RNAi-Interferenz, dann führt das dazu, dass Roh nicht aktiv
ist, kein Kontraktilering sich bildet und die Zellen dann zwei Zellkerne haben. Das können
Sie hier zum Beispiel sehen, zwei Zellkerne hier oder sogar mehr Zellkerne. Wir können
nun auch in diese Zellen Transgene stabil reinbringen. Und als erstes haben wir jetzt
als Kontrolle erst einmal das Will-Typ Actu reingebracht und dieses Transgen ist resistent
gegen die Actu RNAi. Das heißt, wir können das endogene Actu ausschalten und dann die
Funktion von unserem Transgen testen. Und wie wir sehen, jede Zelle hier hat wieder
ein Zellkern, das heißt, das System funktioniert. Actu Will-Typ Transgen ist funktional. Dann
haben wir die einzelnen BRAC-Domänen weggenommen. Das heißt, wir haben BRAC 0 entfernt, BRAC
1 entfernt und BRAC 2 entfernt und haben das Experiment wiederholt. Und was wir gesehen
haben, war, dass wenn BRAC 0 fehlt, die Zellteilung okay ist. Wenn BRAC 1 fehlt, die Zellteilung
nicht funktioniert. Und wenn BRAC 2 fehlt, haben wir so einen Misch-Phenotyp gesehen.
Das heißt, die Hälfte der Zellen hatte ein Zellkern und die andere Hälfte hatte zwei
oder mehr Zellkerne. Und das war schon mal sehr spannend und interessant, weil es darauf
hingedeutet hat, dass diese BRAC-Domänen unterschiedliche Funktionen in der Zellteilung
haben und dass BRAC 1 und auch BRAC 2 wichtig sind für die erfolgreiche Zellteilung. Diese
Transgene haben auch ein fluorescentes Protein fusioniert, das Neon-Grün. Und somit können
wir die Lokalisation von diesen Mutanten und Wildtypen Ektu während der Teilung verfolgen.
Und hier sehen Sie jetzt wieder eine Anaphasezelle, wo wir das Neon-Grün Ektu sehen. Sie sehen
das in zwei Positionen. Zum einen hier, dieser schwarze Strich, das ist die Lokalisation
zur Zentralspindel. Und Sie sehen es schwach hier an der Plassamembran. Das ist der Ort,
wo Ektu ro aktiviert. Nochmal erwähnen, dass diese Lokalisation zur Zentralspindel ist,
abhängig von der Interaktion mit Psyc4. Dann haben wir die verschiedenen Mutanten analysiert.
Und erstmal wenig überraschend, wir sehen, dass alle Mutanten zum Membran lokalisieren.
Und macht auch Sinn, weil wir haben die pH-Domäne ja nicht verändert. Aber zur Zentralspindel
haben wir Unterschiede gesehen. Da haben wir gesehen, wenn wir jetzt Brag 1 wegnehmen,
dann sehen wir überhaupt keine Lokalisation mehr zur Zentralspindel, was dafür spricht,
dass Brag 1 essentiell ist, um mit Psyc4 zu interagieren. Wenn wir Brag 0 oder 2 wegnehmen,
sehen wir immer noch so eine ganz schwache Linie hier an der Zentralspindel. Was bedeutet,
dass 0 und 2 zwar beitragen zur Lokalisation zur Zentralspindel, aber nicht essenziell
sind. Das heißt, unsere Studien konnten eigentlich die ursprünglichen Beobachtungen bestätigen,
dass diese Interaktion zwischen Psyc4 und Pactu wichtig ist für die Zellteilung. Und
wir konnten weiterhin zeigen, dass jede von diesen Brag-Domänen wichtig ist, um Pactu
in ausreichendem Maße an die Zentralspindel zu bringen und die Brag 1-Domäne im ganz
besonderen Maße. Wir konnten diese Interaktion zwischen den Brag-Domänen und Psyc4 auch
in biochemischen Experimenten bestätigen. Aber kommen wir nochmal dazu der Frage, wie
wird jetzt die Aktivität von Pactu durch die Brag-Domänen unterdrückt? Machen das
auch verschiedene Brag-Domänen oder sind das alle Brag-Domänen zusammen? Und dafür
haben wir wieder das System, was wir gebaut haben, benutzt. Und wir haben hier jetzt wieder
eine Kontrollzelle, die wir gefilmt haben, in der wir das Erbgut angefärbt haben. Sie
sehen hier die Metaphasenplatte. Und wir nehmen einfach Transmissionslichter auf, weil
mit denen kann man sehr gut die Form der Zelle sehen. Und das ist jetzt eine normale Zelle,
das heißt, die macht eine Teilungsfolche und teilt sich erfolgreich. Wir wussten nun aus
vorigen Studien schon, wenn Rohaktivität erhöht ist, was wir erwarten, wenn wir erhöhte
Akturaktivität haben, führt das zu sogenannten großen Membranausstülpungen. Und als erstes
haben wir nochmal eine Actur-Variante gemacht, bei denen alle Brag-Domänen fehlen. Und wie
wir schon erwartet haben, haben wir gesehen, dass diese Zellen große Membranausstülpungen
machen. Und diese großen Membranausstülpungen sind schon in der Metaphase vorhanden. Das
heißt, Actur ist schon verfrüht aktiv in der Metaphase. Wenn wir die Teilung jetzt
verfolgen, sehen Sie, dass diese Membranausstülpungen die ganze Zeit sich bilden und auch wieder
zurückziehen können. Und wir konnten mit anderen Methoden auch noch zeigen, dass diese
Membranausstülpungen hauptsächlich an den Zellpolen sind. Das bedeutet, dass die Brag-Domänen
ganz klar für die zeitliche Regulation von Actu wichtig sind, aber auch für die räumliche
Regulation von Actu. Dann haben wir uns nochmal die einzelnen Transgene angeschaut, die Mutanten,
die die, welchen Phänotyp die haben. Und da haben wir gesehen, interessanterweise, wenn
Brag 0 fehlt oder Brag 1 fehlt, sehen die Zellen eigentlich ganz normal aus. Wir haben
nicht diese großen Membranausstülpungen. Und nur wenn Brag 2 fehlt, sehen wir diese
großen Membranausstülpungen in der Metaphase und auch in der Anaphase. Was dafür spricht,
dass Brag 2 an die GEPF-Domäne bindet und die GEPF-Aktivität unterdrückt. Zusammenfassend
zu dem Projekt konnten unsere Studien zum einen das ursprüngliche Modell bestätigen,
dass diese Interaktion mit Psych4 wichtig ist für die Zellteilung. Und darüber hinaus
konnten wir jetzt erstmalig zeigen, dass diese Brag-Domänen sehr unterschiedliche positive
und inhibitorische Funktionen in der Regulation von Actu haben. Basierend auf unseren und
natürlich Daten auch von anderen Laboren schlagen wir nun Folgendes vor. Das heißt, wenn die
Erbgut sich aufteilt, hier in der Anaphase lokalisiert Psych4 zur Spindel-Mitzone. Dort
interagiert es zuerst mit der Brag-1-Domäne, danach mit Brag 2 und Brag 0. Und das führt
zu einem Loslösen von Brag 2 von der GEPF-Domäne und erlaubt die Rohaktivierung. Die Brag-2-Domäne
ist nun sehr wichtig, um die GEPF-Aktivität einmal zeitlich zu unterdrücken, also in
der Metaphase zu unterdrücken und auch räumlich zu unterdrücken, sodass Actu nicht an den
Polen aktiv ist und auch hier wird, das haben wir noch durch andere Experimente gezeigt,
nicht hier an diesen Seitenrändern. Sie haben nun gesehen, Zellteilung ist ein hochdynamischer
Prozess, bei dem sehr viel passiert in kurzer Zeit. Und um so einen dynamischen Prozess
zu untersuchen, wäre es natürlich sehr wünschenswert, wenn wir Werkzeuge hätten, mit denen wir
Proteine an einer ganz bestimmten Stelle oder zu einem ganz bestimmten Zeitpunkt an- und
ausschalten können. Und ein Werkzeug, das diese Eigenschaften hat, ist das Licht. Das
heißt, stellen Sie sich vor, Sie sitzen am Mikroskop, nehmen diesen Embryo auf und Sie
könnten jetzt das Licht anschalten, ein Protein inhibieren, das wieder ausschalten
kann oder Sie bestrahlen den Embryo konstant an zum Beispiel den Zellpolen, um ein Protein
auszuschalten. Wir hatten uns nun zum Ziel gesetzt, so ein Werkzeug zu bauen und haben
dafür mit Chemikern kollaboriert. Und den Prozess, den wir gesteuert haben, ist den
Fortgang in der Zellteilung. Also wie Sie wissen, in der Metaphase ordnet sich das
Erbgut hier in der Mitte an und dann gibt es ein Signal, dass die Zellen in einer Phase
gehen. Um diesen Schritt zu vollziehen, brauchen die Zellen eine große Maschine in der Zelle
und das sogenannte Proteasom. Das Proteasom ist im Prinzip wie so ein Müllschlucker
und das heißt, wenn das Erbgut hier richtig angeordnet ist, gibt es ein Signal, ein kleines
Protein wird im Proteasom abgebaut und der Schritt kann stattfinden. Wenn man nun aber
einen Inhibitor dazugibt, der an das Proteasom bindet, das sogenannte MG132, ist das Proteasom
nicht aktiv und die Zellen bleiben einfach in der Metaphase stehen. Zusammen mit den
Chemikern haben wir nun ein System gebaut, wo wir MG132 mit Licht steuern können. Das
heißt, was die Chemiker sich ausgedacht haben, Edgar Uhl und Henry Dube, ist eine Gruppe
an das MG132 anzubauen, was die aktive Seite markiert oder maskiert und dieses maskierte
MG132 kann ich ans Proteasom binden. Dann mittels eines kurzen blauen Lichtpulses kann
die Maskierung abfallen und das MG132 ist wieder frei und kann ans Proteasom binden.
Die Chemiker haben das gebaut, haben uns das maskierte Molekül gegeben und wir haben das
dann in den Zellen getestet. Hier sehen Sie wieder menschliche Zellen, Sie sehen ganz
schwach hier die methodische Spindel und das ist die Kontrollsituation. Das heißt, hier
ist das MG132 maskiert und das Proteasom ist aktiv und wenn ich jetzt den Film abspiele,
dann sehen Sie, alle diese Zellen gehen in Anaphase, machen eine Teilungsfurcht und teilen
sich erfolgreich. Wir können das Experiment jetzt wiederholen, haben aber diesmal für
fünf Minuten die Zellen mit blauem Licht bestrahlt. Das führt dazu, dass die Maske abfällt und
das MG132 ans Proteasom bindet und was wir jetzt sehen ist, dass diese Zellen alle stehen
bleiben und nicht in die Anaphase gehen. Das heißt, zusammenfassend zu dem Projekt konnten
wir ein System etablieren, wo wir mit blauem Licht die Aktivität vom Proteasom regulieren
konnten und wir konnten das benutzen und zum einen Zellen in der Mittelfase anzuhalten
und wir haben das auch benutzt, um Zellen in den Zelltod zu schicken. Hatt ich jetzt
heute keine Zeit dazu, Ihnen die Daten dafür zu zeigen. Das ist natürlich, finde ich, ein
superspannender Ansatz und wir wollen das ausweiten auf weitere Moleküle, die in der
Zellteilung eine Rolle spielen. Es ist auch von der medizinischen Seite her interessant,
Proteasominhibitoren werden auch in der Krebstherapie eingesetzt. Man könnte sich natürlich vorstellen,
dass durch eine lokale Bestrahlung und lokales Freisetzen man die Konzentration von dem Inhibitor
lokal erhöhen konnte und dadurch die Nebenwirkung reduzieren könnte. Zusammenfassend hoffe ich,
dass ich Ihnen allen einen Einblick in die Forschung meiner Arbeitsgruppe geben konnte.
Wir sind daran interessiert zu verstehen, wie die Zellteilung zeitlich und räumlich reguliert
wird und wir konzentrieren uns aber nicht ausschließlich auf den Prozess, wie diese
Teilungsfeuer sich bildet. In dem ersten Projekt, was ich Ihnen vorgestellt habe, haben wir
einen neuen Signalweg identifiziert, der wichtig ist für die räumliche Kontrolle der Zellteilung
in C. elegans und der von TPXL1 und Aurora A abhängigt. In dem zweiten Projekt habe
ich Ihnen gezeigt, dass wir untersucht haben, wie einer der wichtigsten Regulatoren, das
Gaff-Act2 reguliert wird und wir konnten erstmalig zeigen, dass diese drei Brackdomänen sehr
unterschiedliche Funktionen in der Regulation von Act2 haben und wichtig für die zeitliche
und die räumliche Kontrolle von Act2 Aktivität sind. Und am Ende habe ich Ihnen noch ein
Projekt vorgestellt, bei dem wir in Kollaboration mit Chemikern ein System entwickelt haben,
bei dem wir mit blauem Licht die Aktivität vom Proteasum steuern konnten und Zellen spezifisch
im Zellzyklus anhalten konnten oder in Zelltot schicken konnten. Ich freue mich sehr, hier
an der FAU anzufangen und ich bin auch überzeugt, es gibt hier sehr viele Arbeitsgruppen, mit
denen wir viele spannende Überlappungen haben. Einen Vortrag haben wir jetzt leider noch
nicht gehört von der Wiebke, der kommt jetzt auch schon nicht gleich. Und ich denke, dass
wir einfach viele spannende Kollaborationen aufbauen können, um neue Synergien entwickeln
zu können und interessante Fragen der Biologie zu stellen und auch zu beantworten. Ich habe
Ihnen gezeigt, dass wir auch schon Verbindungen in die Chemie haben, laufende Kollaborationsprojekte
und ich bin auch schon bei zwei Anträgen von Professor Meiner und Professor Moog hier mit
dabei. Zusätzlich dazu gibt es auch zahlreiche Gruppen in der Physik, am MPI und in der Medizin,
die an ähnlichen elementaren Fragen interessiert sind wie wir, die aber teilweise natürlich
andere theoretische oder experimentelle Ansätze benutzen und ich finde es gerade spannend,
diese verschiedenen Ansätze hoffentlich in der Zukunft zu vereinen und kombinieren.
Als letztes möchte ich mich bei meinem tollen Labor, bei meinem tollen Team bedanken. Zum
einen natürlich die Labormitglieder, die aktuell noch in meiner Gruppe sind, Friederike,
Elin und Sanika, das wird auch das Team sein, was jetzt hier in Erlangen arbeiten wird. Christine
ist eine Master-Rantin noch aus München und natürlich auch meine ehemaligen Doktoranden,
Master-Studenten oder Bachelor-Studentinnen. Leider konnte ich nicht alle Daten heute
präsentieren, aber vielleicht gibt es ja noch mal eine andere Gelegenheit dazu. Zusätzlich
bedanke ich mich bei meinen Kollaborationspartnern vor allem bei Marc Bickel vom MPI in Dresden
und Mara Michalacetvadi von der LMU und ich bin dankbar meinen Geldgebern, die diese Forschung
ermöglicht haben. Und am Ende danke ich ihnen für ihre Aufmerksamkeit und wirklich bin gespannt auf ihre Fragen.